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Um seine neue Methode zu testen, wählte das Team um
Chris Le die HIV-1-Revers-Transkriptase (HIV-1-RTase) als Zielprotein,
ein Enzym, das beim Lebenszyklus des HI-Virus eine wichtige Rolle
spielt. Um das Protein zu detektieren, setzten sie ein spezifisches
Aptamer ein, das dieses Protein bindet. Aptamere sind dreidimensional
gefaltete kurze Ketten aus DNA-Bausteinen, die andere Nucleinsäuren
oder Eiweißmoleküle, aber auch kleine organische Moleküle
hochspezifisch erkennen und daran binden können. Heute gibt es
Methoden, um solche Aptamere gezielt zu generieren. Dabei wird aus
einer riesigen Zahl nach dem Zufallsprinzip erzeugter DNA-Sequenzen
nach "Treffern" gesucht und die ausgewählte Sequenz dann vervielfacht.
So erzeugten die Forscher wählten ein für ihr Zielprotein, die
HIV-1-RTase, spezifisches Aptamer bekannter Sequenz. Ist diese in
einer Probe vorhanden, bindet das Aptamer daran. Anschließend trennen
die Forscher mit Hilfe der Kapillarelektrophorese die
Aptamer-RTase-Komplexe von den anderen Bestandteilen der Probe - und
damit auch von ungebundenem Aptamer. Diese Trennmethode nutzt die
Geschwindigkeitsunterschiede von Molekülen beim Durchwandern eines
hauchfeinen Röhrchens entlang eines elektrischen Feldes. Die Fraktion,
die die Aptamer-RTase-Komplexe enthält, wird einer PCR unterzogen.
Ausgehend von einer Starter-DNA, die spezifisch die Sequenz des
Aptamers erkennt, werden ausschließlich "Kopien" des Aptamers gezogen,
die Anzahl der Aptamermoleküle also vervielfacht und diese dann
detektiert. So gelang es den Forschern, die geringe Menge von nur 180
Molekülen der RTase nachzuweisen. Damit liegt die Nachweisgrenze der
Aptamer-Methode um mehrere Größenordnungen niedriger als bei
herkömmlichen Techniken.
Da Aptamere passend zu nahezu allen Proteinen
generiert werden können, ist die Technik für universell anwendbar für
den Nachweis von Proteinen. Anhand von Kalibrierungen ist eine
Quantifizierung möglich. |
